Структура, функциональные и некоторые физико­химические свойства Na+, К[1] АТФазы

В 1957 г. J. Skou* обнаружил в гомогенате периферических нервов краба АТФазу, активируемую ионами Na⁺ и К⁺ и ингиби­руемую специфическим блокатором активного транспорта одно-

Таблица 5

Некоторые ЛТФазы, участвующие в транспорте ионов

валентных катионов — уабаином.

Na⁺, К⁺-АТФаза локализована в различных органах и тканях. Особенно велико ее содержание в органах, осуществляющих вы­делительную функцию (почки, солевые железы) или выполняю­щих электрическую работу (мозг, электрические органы).

Na⁺, К⁺-АТФаза всегда обнаруживается в наружных плазма­тических мембранах клеток и является их маркерным фермен­том. Она представляет собой интегральный белок, пересекающий мембрану насквозь, контактируя как с внеклеточной средой, так и с цитоплазмой. Гидролитический центр фермента “обращен” внутрь клетки. Изнутри осуществляется также и активация фер­мента натрием. Присутствие калия требуется снаружи. Как гид­ролитический центр, так и участки ионной активации распола­гаются в гидрофильном окружении в тех частях молекулы, ко­торые выступают из фосфолипидного бислоя (рис. 8).

Молекула фермента состоит из двух субъединиц: а (липопро­теидной природы), содержащей гидролитический центр, способ­ный фосфорилироваться в присутствии АТР, и р (гликопротеин), а-субъединица (каталитическая) “прошивает” липидный матрикс и несет на себе каталитический центр, центры связывания и пе­реноса ионов натрия и калия, уабаина и других сердечных гли­козидов (дигиталис-рецептор), ионов магния, других функцио­нально важных продуктов, р-субъединица обеспечивает правиль­ную ориентацию Na⁺, К⁺-АТФазы, отвечает за ее антигенные свой­ства, участвует в регуляции связывания ионов калия с фермен­том.

Рис. 8. Схема расположения Na⁺, К⁺-АТФазы в клеточной мембране (А. А. Болдырев, 1998)

зей и 20 свободных остатков цистеина, большинство из которых относится к разряду замаскированных.

Анализ профиля гидрофобности показывает, что в полипеп- тйдной цепи ос-субъединицы содержится от 6 до 10 потенциаль­ных трансмембранных фрагментов (колонн), состоящих из 17 — 25 аминокислот, уложенных в сс-спираль (см. рис. 8). N- и С-кон- цевые фрагменты ос-субъединицы располагаются в цитоплазме. N- конц'евая часть полипептидной цепи представляет собой гибкий неспирализованный участок, обогащенный остатками лизина, ко­торый принимает участие в конформационных переходах и, воз­можно, регулирует чувствительность фермента к катионам. В N-концевой половине ос-субъединицы присутствует 4 трансмемб­ранных фрагмента (Ml—М4), а в С-концевой половине, по-види­мому, еще 6 (М4—М10). Между трансмембранными фрагментами М2 и М3 располагается малая цитоплазматическая петля, а между М4 и М5 — большой цитоплазматический домен, в состав которо-

Таблица 6

Фосфолипидный и углеводный состав изолированных а- и ft-субъединиц Na'~, К⁺АТФазы (А. А. Болдырев, 1985)

го входит более 400 аминокислотных остатков а-субъединицы.

Молекулярная масса белковых субъединиц в среднем составля­ет 90—130 (ос) и 35—57 (р) кДа. В очищенных препаратах Na⁺, К⁺-АТФазы рядом исследователей отмечено присутствие низкомо­лекулярного протеолипида с молекулярной массой 10000—15000 выраженной гидрофобной природы. Его называют у-субъединицей Na⁺-Hacoca. Предполагают, что подобные протеолипиды способству­ют образованию трансмембранных ионных каналов в мембране или обеспечивают взаимодействие олигомерных белков с бислоем.

Основной формой Na⁺, К⁺-АТФазы, встречающейся у млеко­питающих, является изофермент аїрі-типа. В 1986 г. G. Е. Shull et al. опубликовали данные о полной последовательности трех клонов кДНК из мозга крысы, соответствующих трем различ­ным изоформам каталитической субъединицы белка (al, ос2, аЗ) и представляющих собой продукты трех неодинаковых генов. У различных видов животных обнаружено пять изоформ р-субъ- единицы, входящих в состав Na⁺, К⁺-АТФазы и Н⁺, К⁺-АТФазы ({11,(32, рЗ,Н, КрирЫ).

Деление протомера фермента на а- и [1-субъединицы услов­но: под электронным микроскопом оф-протомер выглядит как цилиндр с диаметром 5,4 нм и высотой 8,0 нм. Для проявления функциональной активности фермента необходим по меньшей мере димер с молекулярной массой 265 ООО.

Na⁺, К⁺-АТФаза представляет собой векторную систему пер­вично-активного транспорта, обеспечивающую сопряжение энер­гии ферментативного гидролиза АТР с трансмембранным проти- воградиентным пеценосом Na⁺ и К⁺:

Свободная энергия гидролиза АТР составляет в условиях клет­ки ~ 55 кДж/моль, а для транспорта указанных ионов требуется - 46 кДж/моль, т.е. коэффициент полезного действия натриево­го насоса равен 84 %. Натриевый насос работает в электроген- ном режиме: за каждый транспортный цикл из клетки “выно­сится” один положительный заряд. В результате на внутренней стороне плазматической мембраны создается отрицательный по­тенциал порядка 90 мВ.

Используя технику миллипорового фильтрования, Y. Топо- mura (1979) обнаружил в ферменте, выделенном в чистом виде из почек свиньи, участки специфического связывания Na⁺ (3 мо- ля/моль фермента) и К⁺ (2 моля/моль фермента), что согласуется как со стехиометрией транспорта ионов в оптимальных услови­ях (Na⁺/K⁺/ATP = 3/2/1), так и с результатами определения ко­эффициентов кооперативности для ионов, рассчитываемых по ак­тивации калием и натрием АТФазной реакции. Коэффициенты Хилла по ионам равны: п_и по К⁺ - 1,7; по Na⁺ - 2,3. К, для Na⁺ в Na'-центрах составляет 0,2—0,3 ммоль/л, а в К^-центре — 2,2 ммоль/л. Ион К⁺ обнаруживает высокое сродство не только к собственным центрам (K_d = 0,04 ммоль/л), но и к Na'-центрам. Каждый протомер Na¹, К⁺-АТФазы содержит один нуклеотид- связывающий центр, локализованный на а-субъединице. В при­сутствии Na', Mg²' , ATP он может фосфорилироваться, образуя ацилфосфат на карбоксиле аспарагиновой кислоты.

Предложены три гипотезы функционирования фермента (R. W. Albers — R. L. Post, 1969; J. D. Robinson, 1975; К. R. H. Rep- ke, 1979), основанные на результатах как экспериментальных ис­следований, так и теоретического анализа.

В основу реакционной схемы (A. G. Sen, R. W. Albers, R. L. Post, 1969), включающей стадию, протекание которой тре­бует наличия высокой концентрации Mg²¹ , положен тот факт, что для процесса фосфорилирования требуется присутствие го­раздо меньшего количества Mg²¹ , чем для полного гидролити­ческого цикла:

Однако этой гипотезе противоречили некоторые эксперименталь­ные данные: одновременная, а не последовательная активация АТФазы ионами Na⁺ и К¹ (J. D, Robinson, 1983); образование в реакционном цикле фосфофермента E_t Р до фосфофермента Е₂Р в отсутствие К¹ (Y. Tonomura, 1973).

В соответствии со схемой J. D. Robinson (1975)

существуют две группы субстратов, гидролизующихся фермен­том разными путями: “калиевые субстраты” (S₂) должны взаи­модействовать с конформацией фермента Е₂, “натриевые субстра­ты” — с конформацией Е,. АТР проходит путь, включающий обе конформации фермента и стадии активации обоими ионами. Переход Е, Е, сопряжен с отщеплением ADP и изменением сродства к Na⁺ и К⁺.

Эта схема согласуется с представлениями о функционирова­нии Na⁺, К⁺-АТФазы в виде димера, протомеры которого работа­ют согласованно, но находятся на разных стадиях ферментатив­ного цикла: активация натрием одного протомера совпадает по времени с активацией калием другого.

Согласно гипотезе К. R. Н. Repke (1979) Na⁺, К⁺-АТФазная активность осуществляется мономерной формой фермента. Присутствие К⁺ переводит фермент в димерную форму. В этих условиях присоединение АТР к центру с низким сродством к субстрату индуцирует “сбрасывание” ADP с соседнего цент­ра, обладающего высоким сродством. Это синхронизирует ра­боту димера в противофазе так, что эндергоническая стадия ферментативной реакции у одного протомера совпадает по вре­мени с экзергонической стадией реакции, осуществляемой дру­гим протомером. В пользу этой гипотезы служат результаты исследований, свидетельствующие о существовании геометри­ческих различий между нуклеотидсвязывающими центрами двух типов, соответствующих двум значениям К_м для АТР,

Однако различные модификации схемы R. W. Albers — R. L. Post не имеют принципиальной разницы и основаны на воз­зрениях, согласно которым каталитический цикл Na⁺, К⁺-АТФа- зы представляет собой чередование двух основных конформаций фермента (Ej и Е₂) в фосфорилированном и дефосфорилирован- ном состояниях:

Катализ начинается, когда фермент находится в конформа­ции Е_г Эта конформация обладает высоким сродством к АТР и

ионам натрия с цитоплазматической стороны мембраны. Связы­вание ионов натрия активирует фосфорилирование фермента по остатку аспарагиновой кислоты. Добавление ионов калия к фос- фоферменту активирует гидролиз ацилфосфатной связи и при­водит к освобождению неорганического фосфата, причем ион К' действует с внеклеточной стороны мембраны. В формировании представлений о механизме переноса ионов через мембрану сыг­рало свою роль открытие в середине 80-х гг. окклюдированных (поглощенных) катионов. Было установлено, что на определен­ных стадиях каталитического цикла ионы натрия и калия ока­зываются недоступными с обеих сторон мембраны, т.е, окклюди­рованы внутри последней.

Открытие окклюдированных ионов явилось дополнительным аргументом в пользу модели транспорта катионов Na⁺, К⁺-АТФа- зой, описывающей перенос катионов через мембрану как их пере­мещение через канал с калиткой (Р. Lauger, 1991). Согласно этой модели (рис. 9) катионы перемещаются через канал, образуемый полипептидной цепью а-субъединицы фермента. При этом вокруг катиона происходит формирование энергетического барьера (ка­литки), которая открывается и закрывается при фосфорилирова­нии — дефосфорилировании белка. Собственно перемещение ионов представляет собой серию дискретных стадий, когда катион, со­единившийся с катион-связывающим центром (при этом канал открыт только с одной стороны), переходит в окклюдированное состояние внутри канала (канал открыт .с обеих сторон), а затем освобождается с противоположной стороны мембраны (канал от­крыт с противоположной стороны мембраны).

Т. Нехшп et al. (1970), изучая влияние pH на К_к и v_max мемб­раносвязанной Na⁴, К'¹-АТФазы из ткани мозга крысы, показали наличие в фермент-субстратном комплексе ионизирующихся групп со значениями рК: 7,1; 7,5; 7,6, которые соответствуют величинам рК для аминогрупп гистидина, цистина и «-амино­кислот соответственно.

А. В. Кравцовым (1978) при исследовании солюбилизирован­ной дигитонином Na⁺, К⁺-АТФазы из ткани мозга быка было по­казано, что в фермент-субстратном комплексе выявляются две ионизирующиеся группы со значениями рК 7,25 и 7,70 (т.е. близ­кими к приведенным выше значениям для мембраносвязанного фермента) — рис. 10, а. Величины рК этих групп соответствуют значениям для a-NH₂-rpynn аминокислот и а-ЫН₂-группы цис-

Рис. 9. Схема реакционного цикла Na⁺, K⁺-АТФазы (А. А. Болдырев, 1998)

Примечание. Шесть основных последовательных реакций вклю­чают связывание ионов натрия Е^конформером, его взаимодействие с АТР и образование фосфорилированного интермедиата (стадия 1), ок­клюзию ионов Na⁺ конформацией E_tP (стадия 2), активируемый иона­ми Mg²⁺ переход B_tP -> В₂Р, приводящий к высвобождению ионов Na⁺ во внеклеточную среду и связыванию с ионным центром внеклеточно­го калия (стадия 3), окклюдирование ионов К⁺ (стадия 4), дефосфори­лирование фермента, вследствие которого ионы К⁺ высвобождаются во внутриклеточное пространство (стадия 5), и переход конформации В₂ в конформацию Ер обусловливающий начало нового цикла (стадия 6).

тина. К_МАТр для солюбилизированной Na⁺, К⁺-АТФазы зависит от pH среды: при переходе от физиологических значений pH в ще­лочную область К_м существенно уменьшается (рис. 10, б). Кри­вая зависимости рК_м от величины pH представляет собой восхо­дящую ветвь, что свидетельствует о присутствии в фермент-суб- стратном комплексе ионизирующейся группы с рК 7,60. Таким образом, и в случае гидролиза субстрата солюбилизированным ферментом процесс контролируется аминогруппами со значени­ями рК в узком интервале pH: 7,25 — 7,70.

К моменту создания модели активного центра Na¹, К'-АТФа- зы, реконструированной с помощью методов ЯМР- и ЭПР-спект- роскопии, не была установлена природа группы, высвобождаю­щей протон при переходе из К-формы в Na-форму (или акцепти­рующей его при превращении). Ею может быть NH₂-rpynna ли-

Рис. 10. Зависимость активности солюбилизированной Na⁺, К’-АТФя- зы от pH: а - pH-зависимость Na¹, КААТФазы (lg v - f(pH)); б - зависи­мость KJATP) Na⁺, К⁺-АТФазы от pH

зина (J. Skou, 1983) или ОН-группа тирозина, имеющая близкое значение рК (-8,0). Обе группы идентифицированы в активном центре Na⁺, К?-АТФазы.

Для Na¹, К'-АТФазы обнаружена нелинейная зависимость фер­ментативной активности от температуры в координатах Аррениуса (рис. 11). В температурном интервале 10 — 35 "С наблюдается “пе­региб” на графике Аррениуса в области 20 °С, при этом энергия активации каталитической реакции повышается с 18 ккал/моль при температурах выше 20 °С до 30 ккал/моль при более низких темпе­ратурах (А. А. Болдырев, 1988).

тельного изучения температур­ной зависимости активности Na¹', Ю-АТФазы и исследования методом ЭПР параметров, ха­рактеризующих структурное со­стояние мембранных липидов, автором сделано заключение о том, что конформационный пе­реход молекул фермента при из­менении температуры в состоя­ние с более высокой энергией ак­тивации обусловлен фазовыми перестройками липидного окру­жения при условии взаимодей­ствия белковых молекул с ли­пидным матриксом с участием гидрофобных и электростати­ческих сил. Примечательным

На основании результатов сравни-

Рис. 11. Температурная зависи­мость начальной скорости гидроли­за АТР Na⁺, К⁺-АТФазой мозга

является тот факт, что нелинейный характер графиков Аррениуса для Na⁺, К⁺-АТФазы наблюдается лишь в случае использования в качестве субстрата АТР, что свидетельствует о выполнении после­дним не только функции субстрата, но и модификатора.

Na⁺, К⁺-АТФаза способна гидролизовать большое количество субстратов: нуклеозидтрифосфаты, ацетилфосфат, умбеллиферон- фосфат, карбамоилфосфат, динитрофенилфосфат, (3-фурилакри- лоилфосфат. Сложная кинетика ферментативной реакции, харак­теризующаяся наличием двух значений К_м, проявляется только при гидролизе АТР и СТР; превращения других субстратов под­чиняются кинетике Михаэлиса. Na⁺, К⁺-АТФаза активируется при одновременном присутствии ионов Na⁺ и К? в среде. Вид зависи­мости активности фермента от соотношения Na⁺/K⁺ определяет­ся природой субстрата реакции.

Считают, что структурной единицей Na⁺, К⁺-АТФазы является димер (оф)₂, а минимальной функциональной единицей — (оф)-протомер (или сх-субъединица). Олигомерный ансамбль ((оср)₂-димер) АТФазы поддерживается в основном за счет взаимо­действий а-субъединиц с цитоплазматической стороны в “районе” ATP-связывающих центров, что обеспечивает стабильность четвер­тичной структуры, необходимой для проявления функциональной активности белка. Вместе с тем с функциональной точки зрения каждая а-субъединица в стабилизированном состоянии обладает полной гидролитической и транспортной активностью. Однако воп­рос о биологической роли олигомеров фермента, образуемых в мем­бране, изучен далеко не полностью. По-видимому, наличие олиго­мерной структуры Na⁺, К⁺-АТФазы обеспечивает возможность реа­лизации “гибких механизмов”, контролирующих активность мем­браносвязанного фермента (см. раздел 2.3.3).

Данные, касающиеся кооперативных взаимодействий между ионными центрами и гидролизующими субстрат участками, слу­жат основой для представлений о том, что Na⁺, К⁺-АТФаза не только структурно организована, но и использует взаимодействия между протомерами для регуляции их активности. При этом величины коэффициента Хилла п_и по ионам-активаторам отра­жают взаимодействие между ионными центрами, локализован­ными на каждом протомере, а по субстрату — взаимодействие между протомерами. Чувствительность п_н по АТР к фазовому состоянию мембранных липидов подтверждает, что эта величина отражает взаимодействие разных протомеров АТФазного комп­

лекса. Напротив, независимость величин п„ по ионам-активато­рам от фазового состояния мембраны свидетельствует о том, что взаимодействующие ионные центры находятся на одном и том же протомере.

Характеризуя натриевый насос эритроцитов, I. М. Glynn и S. J. Karlisli указали на существование четырех “дискретных ре­жимов” его работы, соответствующих определенным частным биохимическим реакциям АТР-фосфогидролазной последователь­ности: 1) Na¹ /К¹ -обмена; 2) несопряженного выхода из клетки Na⁺; 3) Na'/Na⁴-o6MeHa; 4) К⁺/К⁴-обмена.

При отклонении от оптимальных условий насосная функция Na⁴, К⁺-АТФазы существенно изменяется. В отсутствие К⁴ во внеш­ней среде и в присутствии Na⁴ с обеих сторон мембраны система осуществляет эквимолярный обмен ионов Na⁴' через мембрану, измеряемый с помощью изотопов Na⁺. Для этого процесса требу­ется присутствие АТР и АНР. Негидролизуемые аналоги АТР, в том числе 3,7-NH-ATP, заменить аденозинтрифосфат не могут (I. М. Karlish, S. Y. Glynn, 1975). Na⁴/Na⁴-o6MeH сопровождается АТР /ADP-обменом:

Аналогичным образом в отсутствие внутриклеточного Na¹, но в присутствиис обеих сторон мембраны Na⁴'-насос осуществляет неэлектрогенный обмен К¹ через мембрану, не приводящий к со­зданию калиевого градиента. При этом требуется присутствие внут­риклеточного Р_п или АТР.-обмен осуществляется одновре­

менно с реакцией:

В отсутствие К? и Na⁺ во внешней среде Na⁴-nacoc может обес­печивать несопряженный выброс Na⁺, осуществляющийся в про­цессе гидролиза АТР. Стехиометрия работы насоса в этом режи­ме составляет 2—3 иона Na⁺ на 1 моль АТР.

Ш'-АТФазная реакция отличается по ряду свойств от Na⁺, К⁺- АТФазной реакции: она подчиняется кинетике Михаэлиса, имеет линейный график Аррениуса, требует меньшей концентрации MgCl₂ и ингибируется высокими концентрациями АТР, хотя почти не-

чувствительна к Р_п. Разница между несопряженным и сопряжен­ным выбросами Na⁺ состоит в чувствительности к АТР. Несопря­женный выброс Na⁺ достигает максимальной скорости уже при 1 мкмоль/л АТР, а Ыа⁺/К⁺-обмен требует миллимолярных концен­траций субстрата. Следовательно, два типа функционирования Ыа⁺-насоса, как и два способа работы АТФазы, отличаются функ­ционированием лишь субстратных центров с высоким сродством (Na", К⁺-АТФаза) или обоих типов субстратных центров.

Чувствительность Na⁺, К⁴-АТФазы и Na⁺-Hacoca к одновалент­ным катионам одинакова. Этот факт можно рассматривать как доказательство идентичности центров активации Na⁺, К⁺-АТФа- зы натрием и калием и центров, обеспечивающих их транслока­цию. Об этом же свидетельствует соответствие стехиометрии транспорта ионов (Na⁺/K⁺ = 3/2) количеству ионсвязывающих участков на одной молекуле фермента.

Процесс переноса ионов через мембрану с помощью натриево­го насоса не требует затрат энергии, если исключить работу по переносу нескомпенсированного заряда Na⁺ против трансмемб­ранного потенциала при электрогенном транспорте. На это ука­зывает существование в схеме натриевого насоса Na⁺/Na⁺ и К⁺/К⁺-обменов, для которых АТР требуется лишь как кофактор, но не источник энергии. Можно предполагать, что энергия АТР при работе Na⁺, К⁺-АТФазы затрачивается на “узнавание” ионов Na⁺ и К⁺, т.е. на связывание и сбрасывание ионов с “нужной” стороны мебраны. В норме катионы связываются с той ее сторо­ны, где их мало, а сбрасываются туда, где их концентрация вели­ка. Такие изменения сродства ионсвязывающих центров сопря­жены с конформационными изменениями фермента, которые и являются главными энергоакцепторными стадиями реакции.

Ионы Na⁺ и К⁺ транспортируются Ыа⁺-насосом в частично дегидратированном состоянии. Модификаторы гидрофобных вза­имодействий влияют в первую очередь на калиевую активацию, а вещества, разрушающие водородные связи, — на натриевую. Из этого можно сделать вывод, что связывание Na⁺ опосредовано “жесткими” структурами белка, стабилизированными водород­ными связями наподобие ионофорных структур. Ионы Na⁺ де­гидрируются при переходе из водной фазы в полярную полость молекулы фермента. Ионы К⁺ дегидрируются при переходе в гидрофобную область молекулы. Следовательно, Na⁺, К⁺-АТФаза “различает” ионы Na⁺ и К⁺, используя различные пути их гидра­тации. При отсутствии внеклеточного К⁺ Na⁺/K⁺-Hacocbi могут осуществлять электрогенный транспорт протонов, и этот транс­порт осуществляется, по-видимому, конформацией Е₂ насосов.

К ингибиторам Na⁺, К⁺-АТФазы относятся олигомицин, уаба­ин, диметилсульфоксид, уксусный альдегид, дигитонин, тимеро- зал, этилмеркуриат. Вместе с тем необходимо отметить, что дей­ствие этих соединений на Na⁺, К⁺-АТФазную активность может быть различным.

Механизм действия модификаторов трудно поддается клас­сификации: здесь есть агенты направленного действия (SH-pea- генты: тимерозал, этилмеркуриат, уксусный ангидрид), веще­ства, модифицирующие гидрофобные взаимодействия (диметил­сульфоксид, олигомицин, дигитонин), специфический ингиби­тор Na⁺, К⁺/АТФазы уабаин ( строфантин G), препятствующий гидролизу фосфорилировэнного фермента. Гидролиз одним и тем же ферментом разных субстратов в различных условиях неодинаково чувствителен к модификаторам, что можно объяс­нить тем, что исследуемые “частные” реакции ферментативной активности осуществляются разными олигомерными состояни­ями Na⁺, К⁺-АТФазы.

Таким образом, на современном уровне знаний Na⁺, К⁺-АТФаза представляется олигомером, в котором взаимодействие между протомерами выражено сильнее, чем между глобулами белка и его липидным окружением. Количество протомеров в таком ком­плексе определяется, по-видимому, той конформацией белка, ко­торую ему диктует липидное микроокружение. Сами взаимодей­ствия между протомерами контролируются липидами. Показа­но, что взаимодействия между протомерами фермента в процессе гидролиза АТР не остаются постоянными: доля крупных ассоци- атов АТФазы возрастает на стадии взаимодействия ее с ионами калия, а подвижность этих ассоциатов в мембране резко увели­чивается при связывании АТР.

Особый интерес представляет проблема вовлечения Na⁺, К⁺-АТФазы в общие пути передачи сигнала в клетке, а также ее фосфорилирование протеинкиназами и взаимодействие с внут­риклеточными белками (см. главу 2). Установлено, что «-субъ­единица фермента является мишенью для сАМР-зависимой' про­теинкиназы (протеинкиназы А) и фосфолипидзависимой проте­инкиназы С и ионов кальция. Противоречивые данные (ингиби­рование, активация, отсутствие эффекта) о характере влияния фосфорилирования Na⁺, К'-АТФазы протеинкиназой А связыва­ют с зависимостью “ответной реакции” белка от его конформа- ционного состояния, изменяющегося в результате взаимодей­ствия фермента с белками цитоскелета, в частности, актином. Однако более детальные исследования по этому вопросу пока отсутствуют,

1.2.5.